培養基神經細胞分散的實驗過程

   （一）選材。培養基常用胚胎動物或新生鼠神經組織。雞胚常用胚齡6-8d，新生鼠或胎鼠（12-14d）或人胚胎。不過也有認為與組織相關。如大白鼠胚胎以19d為宜，小鼠以18d為宜，大鼠紋狀體以10d為宜；若紋狀體與黑質聯合培養的大鼠胚，則黑質以13d，紋狀體18-21d為宜；小腦以20-21d小鼠胚胎，所獲蒲氏細胞成活率高，顆粒細胞正在分化；脊髓與DRG聯合培養，常用4-7d雞胚或12-14d小鼠胚胎，取材易，神經成活率高。

    （二）取材。腦則取出相應組織，在解剖液中先剪碎，以使*消化。脊髓則固定于瓊脂板上，用小刀將其要成背腹兩側，分別培養。

    （三）細胞培養基分離與接種。神經組織用0.125-0.25%*在37℃孵育30min，移入接種液，停止消化，并洗去*液，用細口吸管吹打細胞懸液，使其充分分散，如此多次，待沉淀后吸出上層細胞懸液，計數，預置細胞密度，接種于培養皿（1×106），做電生理應為5×105或更低。

    （四）抑制膠質細胞生長。培養3-5d后，也有人認為培養7d后，用阿糖胞苷，或5-FU抑制神經膠質細胞的生長。

    （五）培養基觀察。接種6-12h，開始貼壁，并有集合現象，細胞生長突起明顯，5-7d膠質細胞增生明顯，7-10d膠質細胞成片于神經細胞下面，形成地毯，2周時神經細胞生長zui豐滿，四周暈光明顯，一個月后，有些神經細胞開始退化，變形，甚至出現空泡，一般培養2-4周zui宜。

    但神經細胞只能增大，而不能增殖，只能原代，不能傳代，不會有細胞周期，而且隨培養基時間的延長，細胞數量在下降，但膠質細胞可以，神經膠質細胞也可以。在培養過程中，早期9-12d時，有較多的神經細胞死亡，培養基這是*次死亡階段，應注意保持條件的恒定。在此之后存活下去的細胞一般突起長而多，且相互形成突觸。